馬鈴薯組織培養是指通過無菌操作将馬鈴薯植株上的器官或組織的片段（外植體）切取下來，接種到培養基上，在人工控制的條件下進行培養，使其産生完整植株的過程，主要包括外植體的選擇及預處理、愈傷組織的誘導和繼代培養、愈傷組織分化為再生植株等步驟。

1 外植體材料來源及預處理

目前，用于馬鈴薯組織培養的外植體種類較多，通常根據不同的組織培養用途選擇不同的外植體。誘導再生植株，進行馬鈴薯快繁擴繁通常選用馬鈴薯莖段、葉片、塊莖等組織作為外植體。韓善華等通過對馬鈴薯幼莖切段、幼芽的培養獲得了再生植株，并且指出細胞分裂素6-BA是苗分化不可缺少的調節劑。雙寶等通過對葉片、塊莖的培養獲得了再生植株，并且指出0.5平方厘米大小的葉片誘導植株再生的效果最佳。進行馬鈴薯脫毒，獲得無病毒植株通常選用馬鈴薯莖尖進行培養。馬鈴薯莖尖的分生組織含病毒量少或不含病毒，因此能較高效率的獲得無病毒的馬鈴薯植株，從而改善病毒的侵染造成的馬鈴薯質量退化、産量下降的問題。研究表明帶1～2個葉原基的離體莖尖具有較好的脫毒再生效果。馬鈴薯栽培種大多為同源四倍體，通常選用馬鈴薯花藥、子房等器官進行培養獲得其他倍性的馬鈴薯遺傳育種材料。如陶自榮等離體培養未授粉的馬鈴薯子房獲得了雙單倍體再生植株。賀苗苗對20個馬鈴薯資源的花藥進行培養，獲得了3個品種資源的單倍體再生植株。

由于外植體材料大部分取自田間，附有大量的微生物，在培養基上，微生物的生長遠遠快于馬鈴薯外植體的生長，導緻植株的生長不良甚至死亡。因此，接種前應對外植體進行表面消毒等預處理，以防止真菌、細菌等微生物的浸染。預處理時，通常先用自來水流水沖洗一定時間，再用消毒劑進行消毒。常用的消毒劑有酒精、升汞、次氯酸鈉、過氧化氫、漂白粉、新潔爾滅等。

2 愈傷組織誘導和繼代培養

馬鈴薯愈傷組織的誘導一般在溫度為23～25℃，光照時間為12～14小時/天，光照強度為2000～3000勒克斯的條件下進行，影響愈傷組織誘導的關鍵因素主要有培養基配方的選擇和培養過程中褐化的控制等因素。誘導馬鈴薯愈傷組織的培養基通常為MS培養基添加NAA、2，4-D、IAA、6-BA、ZT、KT等植物生長激素。楊春研究生長素和細胞分裂素在馬鈴薯愈傷組織分化中的作用表明，MS 1.5毫克/升6-BA 1.0毫克/升NAA 3%蔗糖 0.6%瓊脂有利于莖段愈傷組織的生長。楊瓊芬等研究馬鈴薯葉片愈傷組織再生體系表明，馬鈴薯雲薯501愈傷組織誘導的最佳培養基為MS 6-BA3毫克/升 NAA0.3毫克/升 GA310毫克/升，愈傷誘導率為100%;會-2的愈傷組織誘導的最佳培養基為MS 6-BA3毫克/升 NAA0.5毫克/升 GA310毫克/升，愈傷誘導率為95.7%。史滟滪等研究表明馬鈴薯塊莖誘導松軟型愈傷組織的最佳培養基配方為1/4MS 1.0毫克/升2，4-D 15克/升蔗糖。

誘導的愈傷組織在培養基上生長一段時間後，營養物枯竭，水分散失，産生大量代謝産物，此時需要将其轉移到新的培養基上進行繼代培養。褐化是馬鈴薯愈傷組織誘導和繼代培養過程中的常見問題，外植體在培養過程中多酚氧化酶被激活，使細胞裡的酚類物質氧化成棕褐色的醌類物質，嚴重影響外植體的生長和繼代培養，最終變褐而死亡。通常情況下，通過改善培養條件、加入抗氧化劑的方式來控制褐化。王清等研究表明，溫度、PH等培養條件能影響褐變反應中的關鍵酶多酚氧化酶得活性。龔曉潔研究表明，硫代硫酸鈉、活性炭、維生素C、檸檬酸等防褐劑均能較好的減弱馬鈴薯外植體愈傷組織誘導分化時的褐變現象。

3 再生植株誘導

馬鈴薯外植體經過離體培養後形成愈傷組織，愈傷組織分化後形成再生植株。通常情況下，通過控制添加植物生長調節劑的種類和濃度來誘導馬鈴薯愈傷組織的分化形成再生植物。羅源、李娟等研究表明6-BA在馬鈴薯愈傷組織分化形成再生植株中起主要作用。李鳳雲等以10個不同品種的馬鈴薯為供試材料篩選出以莖段為外植體的再生植株誘導的最佳培養基為MS 0.01毫克/升NAA 2毫克/升BA 5毫克/升GA3。王萍等研究了幼葉、莖段、微型薯、種薯的塊莖等不同外植體的植株再生時分化率的差異，表明ZT是誘導馬鈴薯芽分化的理想激素。王丹等研究表明培養基中加入0.2毫克/升ABA能提高馬鈴薯葉圓片植株再生頻率，高濃度ABA（>1毫克/升）抑制再生。

原文選自龍源期刊網：新農業